БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ВОЗБУДИТЕЛЯ, УСОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ ДИАГНОСТИКИ И ЛЕЧЕБНО-ПРОФИЛАКТИЧЕСКИХ СРЕДСТВ ПРИ САЛЬМОНЕЛЛЕЗЕ ПТИЦ

Краткое содержание

Робота виконана в період з 1990 по 2005 роки в лабораторіях крайової епізоотології та біохімії Інституту експериментальної і клінічної ветеринарної медицини Української академії аграрних наук, а також у дев’яти птахогосподарствах промислового типу різного технологічного напрямку Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим.

Діагноз на сальмонельоз птиці встановлювали з використанням методу епізоотологічного аналізу в комплексі з клінічним дослідженням птиці, патологоанатомічним розтином загиблої птиці. Підтверджено діагноз бактеріологічним дослідженням.

Інфікованість птиці вивчали на курчатах різного віку: 1-10, 10-100 та 160-200 діб. Сальмонелоносійство вивчали у клінічно здорових курей, позитивно реагуючих у крово-крапельній реакції непрямої гемаглютинації (ККРНГА).

Для встановлення шляхів розповсюдження збудника інфекції проводили дослідження хворої та контамінованої птиці, інкубаційного яйця, замерлих ембріонів, комбікорму, питної води, змивів з обладнання.

Бактеріологічному дослідженню було піддано 250 яєць, 270 замерлих ембріонів, 464 курчат різного віку (з них 170 голів 1-10-добового віку та 294 голови 10-100-добового віку) та 107 курей (160-200-добового віку), а також по 5 проб комбікорму, води та змивів з поверхні технологічного обладнання птахогосподарств.

Дослідженню піддавали внутрішні органи птиці (серце, тимус, печінку, нирки, селезінку, жовчний міхур, кістковий мозок трубчатої кістки, яєчні фолікули, легені), а також шлунок, тонкий і товстий кишечник, клоаку, грудні м’язи і яйце.

Виділення та ідентифікацію культур сальмонел здійснювали згідно з методичними вказівками „Лабораторная диагностика сальмонеллезов человека и животных, обнаружение сальмонелл в кормах, продуктах питания и объектах внешней среды” (Москва, 1990 р.) та за допомогою тестів, рекомендованих у „Кратком определителе бактерий Берджи” (1997). Культивування і зберігання польових штамів сальмонел проводили з використанням таких живильних середовищ: м’ясо-пептонному агару (МПА), м’ясо-пептонному бульону (МПБ), вісмут-сульфітного агару (ВСА), Ендо, бульйонів Хоттінгера, Мартена, Кларка, середовища Гіса з вуглеводами: глюкозою, сахарозою, лактозою, мальтозою, арабінозою, манітом, інозітом. Для накопичення сальмонел при дослідженні об’єктів навколишнього середовища, яєць, матеріалу від птиці використовували цитратно-сольове та селенітове середовища.

Рівень специфічних протисальмонельозних антитіл у сироватках визначали в реакції аглютинації за загальноприйнятою методикою. Для виготовлення антигенів використовували культури S. enteritidis, S. pullorum-gallinarum, S. typhimurium, S. virchow, S. dublin, S. heidelberg.

Чутливість ізольованих штамів сальмонел щодо антибіотиків визначали методом дифузії в агар за допомогою біофабричних дисків. Отримані результати піддавали інтерпретації згідно з „Инструкцией по применению дисков для определения чувствительности к антибиотикам” від 12.10.1984 р., визначаючи стійкі, помірно стійкі та чутливі штами. Терморезистентність сальмонел вивчали за методикою Ю.В. Круглова (1989). Рівень терморезистентності оцінювали за виживанням сальмонел при різній тривалості термічної дії.

Експериментальне пероральне інфікування курей проводили за допомогою зонда добовою агаровою культурою S. enteritidis, ізольованої від 8-добового курчати, у дозі 10⁸  мікробних клітин на голову.

З метою розробки експрес-індикації сальмонел відпрацьовували модифікацію непрямого методу імуноферментного аналізу на мембранних (нітроцелюлозних) фільтрах вітчизняного виробництва „Деснянський” з візуальним обліком реакції – метод крапкової імуноферментної детекції (КІД). В реакції використовували: польові штами S. enteritidis, S. dublin, S. typhimurium, S. heidelberg, S. virchow, культури яких засівали на цитратно-сольове середовище та через 6 годин або більше (до 24 годин) вирощування при температурі 37 ^оС застосовували для дослідження; референтні культури Staphylococcus aureus (штам Cowan) і Escherichia coli в концентрації 10⁶, 10⁷, 10⁸, 10⁹ мікробних клітин у 1 см³, полівалентну сальмонельозну сироватку, отриману від гіперімунізованих кролів, нормальну сироватку кролів та комерційний кон’югат. Розведення сироваток, кон’югату та промивання плашок здійснювали забуференим фізіологічним розчином (ЗФР) рН 7,2 з додаванням 0,05 % Tween-20. На цьому розчині готували 3 % бичачий сироватковий альбумін (БСА) для блокування антигену. Субстратом пероксидази хрону служив 0,03 % розчин бензидину і 0,3 % розчин перекису водню (Н₂О₂) в ЗФР, рН 7,2.

Гіперімунні протисальмонельозні сироватки отримували імунізацією 20 кролів породи шиншила інактивованим нагріванням на киплячій водяній бані протягом 40 хвилин антигеном із змішаних добових агарових культур S. enteritidis, S. dublin, S. typhimurium, S. heidelberg, S. virchow у дозі по 10⁸ МК в 1 см³.  Антиген з додаванням нуклеінату натрію, гідроокису алюмінію та масляного ад’юванту вводили 5-разово  з інтервалом 7 діб кролям підшкірно у ділянці живота і внутрішньом’язово у ділянці стегна по 2 см³. Останньою ін’єкцією внутрішньовенно вводили антиген.

Для звільнення від неспецифічних антитіл проводили адсорбцію сироватки. Змиви стерильним фізіологічним розчином (ФР) добових культур ешеріхій центрифугували при 3000 об/хв протягом 40 хвилин. Потім осад ресуспендували ФР і вносили у кролячу сироватку. Суміш витримували 3 години при 37 ^оС, 18 годин при 4 ^оС, після чого центрифугували при 3000 об/хв протягом 60 хвилин. Адсорбцію таким способом проводили 4-разово до повного звільнення від антитіл до гетерологічних антигенів ешеріхій.

Як протимікробні хіміопрепарати in vitro методом серійних розведень досліджували декаметоксин, 1 % розчин хлорофіліпту, 13,5 % розчин хлоргексидінбіглюконату, 1 % розчин етанолу та уфріл, ніртан, сульфат міді. В якості тест-культур використовували S. pullorum-gallinarum, S. typhimurium, S. infantis, S. enteritidis, Escherichia coli, Stafylococcus aureus (штам Cowan).

Для визначення бактеріостатичної дії в стерильні пробірки з МПБ вносили протимікробні препарати у знижуючихся концентраціях, потім пробірки засівали чистими культурами польових штамів мікроорганізмів у розведенні 10⁵ МК/см³. Після витримування протягом семи діб при 37 ^оС проводили облік. Мінімальною бактеріостатичною концентрацією препаратів вважали ту, при якій був відсутній ріст мікроорганізмів. Аналогічно проводили визначення мінімальної бактерицидної концентрації, але при цьому додатково із пробірок, де був відсутній ріст мікроорганізмів, робили посів на стерильний МПБ, який не містив препаратів. Мінімальною бактерицидною концентрацією препаратів вважали ту, при якій був відсутній ріст мікроорганізмів при повторному посіві.

Виробничі випробування препаратів сульфату міді, декаметоксину та хлоргексидінбіглюконату провели на 140716 курчатах перших днів життя на птахофабриці яєчного напрямку „Зоря” Харківської області, де було встановлено захворювання птиці на сальмонельоз, підтверджене бактеріологічним дослідженням. На птахофабриці технологією передбачено клітинне утримання птиці і використання ніпельних поїлок.  Препарати випоювали птиці протягом п’яти діб. Курчатам контрольних груп також з питною водою протягом п’яти діб задавали тримеразин. В період випоювання препаратів і до 30-добового віку проводили облік загиблої птиці, патологоанатомічних змін, приросту ваги та бактеріологічне дослідження матеріалу від трупів курчат дослідних і контрольних груп.

Для визначення токсичних властивостей препаратів добовим курчатам застосовували підвищені дози в 40-50 разів, тобто 5, 10, 20, 40 г/л води (1; 2; 4; 8 г/кг живої маси) декаметоксину та 0,7; 1,4; 2,7; 5,4 г/л води (0,14; 0,28; 0,54; 1,08 г/кг живої маси) хлоргексидінбіглюконату. Птиці контрольної групи випоювали тримеразин у дозі 180 мг/л води (36 мг/кг живої маси).

Статистичну обробку отриманих результатів проводили за допомогою програми „Microsoft Excel - 2000”.