МИКРОБНЫЕ СООБЩЕСТВА ЩЕЛОЧНЫХ ГИДРОТЕРМ :

Краткое описание

ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ 5
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 9
1.1. Характеристика основных типов щелочных гидротерм 9
1.1.1. Основные типы щелочных гидротерм 9
1.1.2. Свойства щелочных термальных вод 13
1.2. Распространение и состав микробных сообществ в зависимости
от физико-химических факторов среды 16
1.2.1. Микробные сообщества щелочных гидротерм 16
1.2.2. Микробные сообщества нейтральных гидротерм 19
1.3. Активности продукционных и терминальных деструкционных
процессов в фототрофных и хемотрофных микробных сообществах
гидротерм 24
1.3.1 Микробные сообщества щелочных гидротерм 24
1.3.2. Микробные сообщества нейтральных гидротерм 25
1.4. Экофизиология термофильных микроорганизмов щелочных гидротерм 30
1.4.1. Температурные и рН границы развития микроорганизмов 30
1.4.2. Микроорганизмы – первичные продуценты 31
1.4.3. Микроорганизмы – деструкторы 35
1.5. Участие микробного сообщества щелочных гидротерм в
минералообразовании 37
ЗАКЛЮЧЕНИЕ ПО ОБЗОРУ ЛИТЕРАТУРЫ. Задачи работы 41
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ 43
2. Объекты и методы исследования 43
2.1. Объекты исследования 43
2.2. Методы полевых исследований 46
2.3. Методы лабораторных исследований 47
2.3.1. Методы культивирования и изучения роста бактерий в
зависимости от физико-химических факторов 47
2.3.2. Методы электронной микроскопии 49
2.3.3. Методы гено- и хемосистематики 49
2.3.4. Методы определения скорости микробных процессов 50
2.3.5. Методы определения содержания пигментов в микробных матах
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 52
3. Исследование микробных сообществ щелочных гидротерм 52
3.1. Гаргинский источник 52
3
3.1.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 52
3.1.2. Биогеохимическая активность. 57
3.2. Уринский источник 61
3.2.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 61
3.2.2. Биогеохимическая активность. 66
3.3. Сеюйский источник 70
3.3.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 70
3.3.2. Биогеохимическая активность 74
3.4. Аллинский источник 78
3.4.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 78
3.4.2. Биогеохимическая активность. 82
3.5. Большереченский источник 85
3.5.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 85
3.5.2. Биогеохимическая активность. 91
3.5.3. Влияние температуры и рН на микробное сообщество 95
3.6. Источник “Паоха” (Моно Лейк) 98
3.6.1. Распространение и видовой состав микробных сообществ
в связи с изменением физико-химических условий среды 98
3.6.2. Биогеохимическая активность. 98
3.7. Биогенное минералообразование в микробных матах
щелочных термальных источников 101
4. Исследование чистых культур, выделенных из микробных
сообществ щелочных гидротерм 103
4.1 Термофильная аноксигенная фототрофная бактерия
Chloroflexus aurantiacus 103
4.1.1 Морфология и ультраструктура. 103
4.1.2. Пигменты. 103
4.1.3. Физиология. 106
4.1.4. Генотипические свойства и филогенетическое положение. 107
4
4.2. Органотрофная аэробная термофильная бактерия 109
4.3 Термофильные сульфатредуцирующие бактерии 111
4.4. Алкалотермофильная органотрофная бактерия “Anaerobranca californiensis” 113
4.4.1. Морфология и ультраструктура 113
4.4.2. Физиологические характеристики. 113
4.4.3. Генотипические свойства и филогенетическое положение. 118
4.4.4. Диагноз вида Anaerobranca californiensis 120
ЗАКЛЮЧЕНИЕ 121
ВЫВОДЫ 129
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 130
5
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность проблемы. Системные исследования мезофильных
алкалофильных сообществ начались сравнительно недавно (Заварзин, 1993). Однако до
последнего времени очень мало внимания уделялось изучению организмов, способных
существовать при высоких температурах и высоких значениях рН (Wiegel, 1998).
Традиционными объектами исследования микробиологов являлись гидротермы
областей активного современного вулканизма и молодого четвертичного вулканизма, с
реакцией среды, близкой к нейтральной. Термальные воды с рН8.5 и температурой
выше 45ºC широко распространены в природе (Басков, Суриков, 1989; Соломин,
Крайнов, 1998). Физико-химические параметры щелочных термальных вод сильно
отличаются от нейтральных и кислых вод, что создает особые условия для
существования экстремофильных микроорганизмов. (Крайнов, Швец, 1980; Garrels,
Christ, 1959; Belkin et al., 1985). Микробные сообщества этих экосистем и факторы
определяющие их разнообразие изучены слабо. Сведения о видовом составе щелочных
гидротерм были разрознены (Компанцева, Горленко, 1988; Юрков и др., 1991; Бонч-
Осмоловская и др., 1999; Brock et al., 1971, Grant, Tindall, 1986; Duckworth et al., 1996;
Marteinsson et al., 2001; Krienitz et al., 2003). Отсутствовали данные об интенсивностях
продукционных и деструкционных процессов
В настоящей работе впервые выполнено сравнительное исследование видового
состава и геохимической деятельности микроорганизмов щелочных гидротерм с
различной минерализацией и различным химическим составом.
Целью настоящей работы являлось сравнительное исследование микробных
сообществ щелочных слабоминерализованых гидротерм Байкальской рифтовой зоны
(Б.р.з.) и щелочных минерализованых гидротерм озера Моно-Лейк на острове Паоха.
Основные задачи исследования состояли в следующем:
1. Изучение состава микробных сообществ щелочных термальных источников в связи
с изменением физико-химических условий.
2. Изучение активности продукционных и терминальных деструкционных процессов в
фототрофных и хемотрофных микробных сообществах в разных экологических
зонах источников.
6
3. Исследование экофизиологических особенностей термофильных микроорганизмов
участвующих в циклах углерода и серы в сообществах.
4. Изучение участия микробных сообществ щелочных гидротерм в
минералообразовании.
Научная новизна и практическая значимость. Впервые исследованы микробные
сообщества щелочных азотных гидротерм Б.р.з. и минерализованного щелочного
источника на острове Паоха озера Моно-Лейк (Калифорния). Показано, что щелочные
условия в комбинации с другими факторами среды ограничивают распространение
фототрофных сообществ, в минерализованных щелочных источниках отсутствует
термофильный цианобактериальный мат. В фототрофных сообществах щелочных
низкоминерализованных термальных источниках доминируют цианобактерии,
приспособленные к росту в щелочных условиях. Алкалотолерантные аноксигенные
фототрофные бактерии Chloroflexus aurantiacus обнаружены только в
низкоминерализованных гидротермах при температурах от 65 до 35ºС. Показано, что
микробные сообщества щелочных гидротерм обладают высокой продуктивностью,
сравнимой с микробными сообществами нейтральных гидротерм.
В щелочных минерализованных гидротермах рост фототрофных сообществ
начинается при температуре ниже 47ºС. Термофильных оксигенных и аноксигенных
фототрофов в них не обнаружено. Из высокотемпературной зоны источника (от 90 до
50ºС) был выделен новый вид анаэробной алкалотермофильной ферментирующей
бактерии Anaerobranca californiensis и показана ее способность к восстановлению серы,
тиосульфата, полисульфида, Fe(III), Se(VI). Показано участие термофильных
фототрофных сообществ в травертинообразовании. В лабораторных экспериментах
установлено, что термофильная аноксигенная фототрофная бактерия Chloroflexus
aurantiacus образует чехлы накапливающие окисное железо в аэробных темновых
условиях. Использование закисного железа в качестве донора электронов при
фотоавтотрофном росте этого микроорганизма не наблюдалось. Полученные
результаты принципиально важны для развития представлений о функционировании
циклов кальция, серы, железа, селена в щелочных гидротермах.
Выделенные микроорганизмы могут быть использованы при очистке горячих
вод от неорганических соединений. Результаты диссертации имеют значение для
бальнеологической характеристики гидротерм Байкальской рифтовой зоны.
7
Апробация работы. Результаты исследований доложены автором на: Международной
конференции “Thermophiles'98” 6-11 сентября 1998 г., Брест, Франция; Научной
конференции “Проблемы экологии и физиологии микроорганизмов: к 110-летию со дня
рождения профессора Е.Е. Успенского”, 21 декабря 1999 г., Москва; Школе-
конференции “Горизонты физико-химической биологии”, 28 мая-2 июня 2000 г.,
Пущино; Международной конференции “Central Asian ecosystems – 2000”, 5-7 сентября
2000 г., Улан-Батор, Монголия; Международной конференции “Экология Сибири,
Дальнего Востока и Арктики”, 5-8 сентября 2001, Томск; Региональной конференции
“Природные ресурсы Забайкалья и проблемы природопользования”, 10-15 сентября
2001, Чита; ASM-meeting, май 2002, США; I международном симпозиуме “Биокосные
взаимодействия: Жизнь и камень”, 25-27 июня 2002 г., Санкт-Петербург; International
Geobiology Course, 12 июня – 26 июля 2003 г., Каталина, Калифорния; Всероссийской
конференции “Биоразнообразие и функционирование микробных сообществ водных и
наземных систем Центральной Азии”, 21-29 июля 2003 г., Улан-Удэ.
Публикации. По теме диссертации опубликовано 13 работ и 1 статья находится в
печати.
Объем и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на 151 страницах,
включая 21 таблицы и 30 рисунок. Диссертация состоит из разделов “Введение”, “Обзор
литературы”, “Экспериментальная часть” (включающая главы “Объекты и методы
исследований”, “Результаты и обсуждение”), “Заключение”, “Выводы” и “Список
литературы” (269 наименований).
Благодарности. Автор выражает глубокую признательность научному руководителю
д.б.н., проф. В.М. Горленко и сотрудникам Лаборатории экологии и геохимической
деятельности микроорганизмов ИНМИ РАН, д.б.н., проф. Б.Б. Намсараеву и
сотрудникам Лаборатории микробиологии ИОЭБ СО РАН, проф. К. Nealson и
сотрудникам Geobiology Laboratory University of Southern California, сотрудникам
Института микробиологии РАН, родным и близким.
Исследование генотипических свойств проводилось к.б.н. А.М. Лысенко (ИНМИ
РАН). Анализ 16S рРНК выполнила к.б.н. Т.П.Турова (ИНМИ РАН). Определение
интенсивностей микробных процессов проводилось совместно с В.И. Качалкиным
(ИНМИ РАН) и к.б.н. С.П. Бурюхаевым (ИОЭБ СО РАН). Определение видовой
8

Список литературы

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Главным физико-химическим фактором среды, оказывающим влияние на состав
и распространение микробных сообществ в гидротермах, является температура
(Горленко и др., 1985, Горленко, Бонч-Осмоловская, 1989; Brock, 1967). С уменьшением
температуры по изливу исследованных нами источников разнообразие
микроорганизмов расширяется.
В щелочных гидротермах микробные сообщества кроме высокой температуры
подвергаются комбинированному воздействию и других экстремальных факторов:
высокого рН и, в ряде случаев, высокого содержания сульфида и минерализации. В
исследованных гидротермах фототрофные сообщества появляются при более низкой
температуре чем в слабощелочных и нейтральных гидротермах. Для сравнения, в
121
Уринском источнике с рН 8.8 цианобактериальный мат начинается с температуры 64ºС,
тогда как в слабощелочном Октопус спринг с 73ºС (Brock, 1967). При этом,
наблюдается обратная зависимость между верхним температурным пределом
распространения микробного мата и содержанием сульфида в источнике (рис. 27). Чем
выше содержание сульфида, тем ниже максимальная температура распространения
микробного мата по изливу источника. Также было обнаружено, что термофильная
цианобактерия Mastigocladus laminosus, широко распространенная в нейтральных
гидротермах, практически не встречается в микробных матах щелочных источников.
Вместо нее в широком диапазоне условий среды доминируют цианобактерии
Phormidium spp. и Anabaena spp., являющиеся более толерантными к высоким
значениям рН.
Важной особенностью щелочных гидротерм является доминирование
цианобактерий в составе микробных матов при содержании сульфида в воде более 1
мг/л. Ранее считалось, что при такой концентрации сульфида в составе микробного мата
обязательно доминируют аноксигенные фототрофные бактерии (АФБ) (Castenholz,
1976, 1977; Ward et al., 1989). Наши исследования показали, что это правило не может
быть применено к щелочным гидротермам. Так, на диаграмме рН-Т, построенной с
помощью литературных и собственных данных, указаны области распространения
различных типов сообществ при содержании сульфида более 1 мг/л (рис. 28). АФБ
доминируют в слабокислых и нейтральных условиях, но в щелочных условиях, как
было показано нами, доминируют цианобактерии.
Это явление может быть объяснено снижением токсичности сероводорода при
повышении рН (Заварзин, 1972; Howsley, Pearson, 1979). На диаграмме рН-S2- показано,
как происходит последовательная смена типов сообществ с повышением рН в
сульфидсодержащих гидротермах при температуре около 60ºС (рис. 29). При рН менее
7 большинство молекул сероводорода находится в недиссоциированном состоянии и
способно легко проникать через клеточную стенку. В составе сообщества доминирует
Chloroflexus aurantiacus. При рН более 7 начинает доминировать менее токсичный
гидросульфид-ион, и в составе микробного мата появляются цианобактерии. Они
располагаются под слоем Chloroflexus aurantiacus, который защищает цианобактерии от
воздействия высоких концентраций растворенного в воде сульфида. При рН более 8.5
весь сероводород переходит в гидросульфид-ион и, как было показано нами, в составе
мата доминируют цианобактерии. Сравнение оптимумов рН цианобактерий, АФБ и
хемотрофных бактерий выделенных из Большереченского источника указывает на то,
122
что доминирующие в микробном мате цианобактерии более приспособлены к высоким
рН, чем АФБ. Цианобактерии, подщелачивающие среду в ходе оксигенного
фотосинтеза являются алкалофилами, тогда как АФБ и хемотрофные бактерии являются
нейтрофилами и алкалотолерантами (рис. 13).
Нами был обнаружен аноксигенный мат с доминированием Chloroflexus
aurantiacus в Аллинском источнике, но необходимо учитывать, что его развитие
происходило в области смешения сульфидсодержащих щелочных термальных вод с рН
9.0-9.9 и речных вод с рН 8.3, что опять же подтверждает предположение о контроле
распространения микробных сообществ различными формами сульфида. Повышение
устойчивости гидросульфид-иона при щелочной реакции среды также может быть
причиной отсутствия массового развития термофильных серобактерий при температуре
около 70ºС.
Минерализация также является фактором среды, ограничивающим
распространение микробных матов и оказывающим влияние на видовой состав
сообщества. В минерализованном источнике Паоха комбинированное воздействие
факторов среды исключает развитие термофильного цианобактериального мата и
термофильной АФБ Chloroflexus aurantiacus. Цианобактериальный мат обнаружен при
температурах ниже 47ºС и доминируют в нем цианобактерии родов Phormidium,
Oscillatoria и мезофильная галоалкалофильная пурпурная бактерия Ectothiorhodospira
shaposhnikovii.
123
124
Микробные сообщества щелочных гидротерм обладают высокой
продуктивностью, сравнимой с другими высокопродуктивными экосистемами.
Максимальное содержание хлорофилла а составляет 892 мг/м2. Скорость оксигенного
фотосинтеза достигает 3.5 гС/м2 сут, что сравнимо со скоростями оксигенного
фотосинтеза в источниках Термофильный (2.3 гС/м2 сут) и Октопус Спринг (4 гС/м2
сут). Скорость аноксигенного фотосинтеза достигает высоких значений в микробных
матах источников (5.5 гС/м2 сут) несмотря на то, что в составе микробных матов
доминируют цианобактерии. Это может быть объяснено переключением цианобактерий
на аноксигенный фотосинтез. Максимальная скорость темновой фиксации - 12.1 гС/м2
сут. Максимальная суммарная продукция достигает 21 гС/м2 сут.
Комбинированное воздействие высокой температуры, рН и сульфида оказывает
влияние и на активность биогеохимических процессов по изливу источников. В
источниках Гаргинский, Сеюйский и Уринский с невысокими содержаниями сульфида
125
продуктивность микробных матов очень высока, а оптимум продукционных процессов
находится при температуре 45-50ºС. Тогда как в Большереченском источнике с высоким
содержанием сульфида и наиболее высокими значениями рН наибольшая
продуктивность наблюдается при температурах 33-39ºС, а значения продуктивности
уступают значениям обнаруженным в бессульфидных источниках.
Процессы терминальной деструкции также обладают высокой интенсивностью.
Максимальное значение сульфатредукции достигает 5.5 гS/м2 сут. Скорость
метаногенеза невысока, до 1.5 мгС/м2 сут. Соответственно, через процесс
сульфтаредукции расходуется на 2-3 порядка больше органического вещества, что
обуславливается высоким содержанием сульфата в термальных водах.
Высокая интенсивность процесса сульфатредукции приводит к тому, что даже
если в водах отсутствует растворенный сульфид, то все равно создаются условия для
активной деятельности микроорганизмов цикла серы. Аноксигенные фототрофные
бактерии, участвующие в данном цикле, достигают высокой численности в микробных
матах щелочных источников (до 107 кл/мл).
Термофильная алкалотолерантная АФБ Chloroflexus aurantiacus достигает
значительной численности в микробных матах слабоминерализованных щелочных
гидротерм. В отдельных случаях этот организм даже доминирует в мате. Нами было
выделено 10 штаммов Chloroflexus aurantiacus из различных источников. ДНК-ДНК
гибридизация с известным штаммом OK-70fl показала, что все они принадлежат к
одному виду. Тем не менее, ряд их свойств (температурный оптимум, отношение к
кислороду) отличается друг от друга, что свидетельствует о приспособленности
штаммов к условиям местообитаний в различных источниках.
Исследованные культуры способны к фотоавтотрофному росту, используя
сульфид в качестве донора электронов, но лучше растут в фотогетеротрофных условиях.
Кроме того большинство штаммов Chloroflexus aurantiacus хорошо растут в
присутствии органических субстратов в аэробных или микроаэробных условиях.
Наиболее вероятно они выполняют в сообществе функцию первичного деструктора.
Ранее было показано, что наряду с сульфидом, восстановленное железо может
служить донором электронов при аноксигенном фотосинтезе у некоторых мезофильных
АФБ (Widdel et al., 1993; Ehrenreich et al., 1994). Наши исследования показали, что
изученные штаммы Chloroflexus aurantiacus не способны к фотоавтотрофному росту на
восстановленном железе. Но зато в ходе аэробного темнового гетеротрофного роста
вокруг нитей образовывались толстые чехлы из окисленного железа. Это может
126
являться одним из механизмов образования ожелезненных микрофоссилий в древних
породах, сформированных цианобактериальным матами, в которых кислород поступал
в результате оксигенного фотосинтеза.
В щелочных водах миграция катионогенных элементов, в первую очередь
железа, затруднена, поэтому обнаружение у выделенной нами термофильной
алкалофильной бактерии Anaerobranca californiensis способности к восстановлению
железа представляет большой интерес. Данная способность может быть обусловлена
эволюционно. Нами также было показано, что и другие алкалофильные представители
рода Anaerobranca тоже обладают способностью к железоредукции.
Участие микробного сообщества в карбонатном минералообразовании изучалось
на примере Гаргинского источника. В воде источника натрий доминирует над кальцием,
сульфат-ион доминирует над гидрокарбонат-ионом, а также содержится значительные
концентрации растворенной кремнекислоты, поэтому факт образования из таких вод
карбонатно-кальциевого травертина представляет значительный интерес (Борисенко и
др., 1976). Образование травертина не могло происходить в ходе декомпрессии
углекислого газа при выходе на поверхность, так как содержания в воде источника
углекислого газа, карбоната, гидрокарбоната и кальция слишком низки (Плюснин и др.,
2000). Образование травертина наиболее активно происходит в зоне развития
микробного мата и, по нашим наблюдениям, тесно связано с его состоянием.
Наибольшая активность процесса обнаруживается в зонах с постоянным доступом воды
источника и превышением продукции над деструкцией (зоны I, II, III). Здесь
происходит формирование щелочного геохимического барьера в ходе оксигенного
фотосинтеза в цианобактериальном мате, на котором и происходит осаждение
карбоната кальция. Таким образом, микробное сообщество играет ведущую роль в
травертинообразовании в Гаргинском источнике.
Сравнение нейтральных углекислых источников (рис. 30) с высоким
содержанием кальция и карбонатов, и сульфатно-натриевого Гаргинского источника, с
низким содержанием кальция и карбонатов, показывает, что микробное сообщество
играет ведущую роль в травертинообразовании в Гаргинском источнике, формируя
щелочной барьер, на котором происходит осаждение карбоната кальция. При рН выше
8.4 образования травертина не происходит в связи с отсутствием кальция. В этой
области происходит образование кремневых корок типа гейзерита около выходов
источников, наблюдавшееся нами на Большереченском, Аллинском и Уринском
источниках.
127
Образцы высохшего микробного мата, поверхности травертина и керна
травертина Гаргинского источника были исследованы нами с применением электронной
микроскопии. В них были обнаружены современные микрофоссилии (МФ) в виде сфер
и нитей. Наибольшее количество МФ было обнаружено в высохшем мате. С
увеличением глубины в травертине количество микрофоссилий уменьшается в ходе
диагенеза.
128
ВЫВОДЫ
1. Высокие значения рН, температуры и содержания сульфида ограничивают
распространение фототрофных микробных матов, которые в щелочных гидротермах
развиваются при более низкой температуре, чем в нейтральных.
2. Особенностью щелочных сульфидсодержащих гидротерм, в отличие от нейтральных
гидротерм, является отсутствие образования аноксигенных микробных матов. В
составе микробных матов щелочных гидротерм доминируют алкалофильные
цианобактерии Phormidium spp.
3. Микробные сообщества пресных и минерализованных щелочных гидротерм
отличаются по видовому составу. Термофильная аноксигенная фототрофная
бактерия Chloroflexus aurantiacus достигает значительной численности в микробных
матах пресных щелочных гидротерм, но отсутствует в минерализованных щелочных
129
гидротермах. В составе сообщества минерализованных гидротерм значительной
численности достигает галоалкалофильная аноксигенная фототрофная бактерия
Ectothiorhodospira shaposhnikovii.
4. Продуктивность микробных сообществ щелочных гидротерм сравнима с
продуктивностью нейтральных гидротерм. Наиболее продуктивными являются
сообщества, развивающиеся в температурном диапазоне 35-50ºС. Доминирующим
процессом терминальной деструкции является сульфатредукция, роль метаногенеза
в деструкции органического вещества незначительна.
5. Показана экофизиологическая приспособленность термофильной аноксигенной
фототрофной бактерии Chloroflexus aurantiacus к условиям местообитаний в
различных источниках и их экологических зонах.
6. Показано, что чистые культуры аноксигенной фототрофной бактерии Chloroflexus
aurantiacus могут откладывать окисное железо на поверхности клетки в ходе
аэробного темнового роста. Восстановленное железо не является донором
электронов для фотоавтотрофного роста у исследованных штаммов.
7. Выделен новый вид алкалотермофильной бактерии с бродильным метаболизмом
Anaerobranca californiensis, способной к неспецифическому восстановлению
широкого ряда неорганических соединений: тиосульфата, элементной серы,
полисульфида, железа, селена.
8. Показано, что цианобактериальный мат играет вважную роль в образовании
карбонатно-кальциевого травертина в Гаргинском источнике. Исследование керна
травертина показало, что с глубиной в травертине количество микрофоссилий
уменьшается.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Аверкин Ю.А. Динамика отложения компонентов из гидротермального раствора
при выкипании СО2 // Геохимия. 1987. № 11. С.1580-1585.
2. Барабанов Л.Н., Дислер В.Н. Азотные термы СССР/ Отв. Ред. Д.г-м.н. В.В.Иванов.
– М: Геоминвод ЦНИИ КиФ, 1968.-120с.
3. Басков Е.А., Суриков С.Н. Гидротермы Земли. – Л.: Недра, 1989. – 245 с.: ил.
4. Бильдушкинов С.С., Некрасова В.К., Герасименко Л.М. Роль фотосинтезирующих
микроорганизмов в газовом обмене цианобактериального сообщества //
Микробиология, 1985. Т.54. с.517-512.
130
5. Бонч-Осмоловская Е.А., Горленко В.М., Карпов Г.А., Старынин Д.А. Анаэробная
деструкция органического вещества в цианобактериальных матах ист.
Термофильного // Микробиология. 1987. Т. 56. № 6. С. 1022-1028.
6. Бонч-Осмоловская Е.А., Заварзин Г.А. Термофильные бактерии,
восстанавливающие серу, и формирование ими геохимического барьера //
Кальдерные микроорганизмы. М.: Наука. 1989.
7. Бонч-Осмоловская Е.А., Мирошниченко М.Л., Пикута Е.В., Сорокин Д.Ю.,
Намсараев Б.Б. Бактериальная сероредукция в мелководных гидротермах Юго-
Западной части Тихого океана // Микробиология. 1993. Т.62. С.564-573.
8. Бонч-Осмоловская Е.А., Мирошниченко М.Л., Слободкин А.И., Соколова Т.Г.,
Карпов Г.А., Кострикина Н.А., Заварзина Д.Г., Прокофьева М.И., Русанов И.И.,
Пименов Н.В. Биоразнообразие анаэробных литотрофных прокариот в наземных
гидротермах Камчатки // Микробиология. 1999. Т.68. С.398-406.
9. Бонч-Осмоловская Е.А. Термофильные микроорганизмы в морских
гидротермальных системах. С. 131-140.// Биология гидротермальных систем. Под
ред. А.В. Гебрук, К.Н. Несис, А.П. Кузнецов, А.М. Сагалевич. М., КМК Press,
2002, 543 с.
10. Борисенко И.М., Замана Л.В. Минеральные воды Бурятской АССР. – Улан-Удэ:
Бурятское книжное изд-во, 1978. –162 с.
11. Борисенко И.М., Очиров Ю.Ч., Сусленкова Р.М. Состав травертинов из отложений
некоторых минеральных источников Забайкалья. Труды геологического института
БФ СО АН СССР, Улан-Удэ, 1976, Выпуск 7 (15), с.36-52.
12. Брянцева И.А., Горленко В.М., Турова Т.П., Кузнецов Б.Б., Лысенко А.М., Быкова
С.А., Гальченко В.Ф., Митюшина Л.Л., Осипов Г.А. Heliobacterium sulfidophilum
sp. nov. и Heliobacterium undosum sp. nov.: сульфидокисляющие гелиобактерии из
термальных сероводородных источников // Микробиология. 2000. Т. 69. №3.
С.396-406.
13. Венецкая С.Л., Герасименко Л.М., Миллер Ю.М. Роль Chloroflexus aurantiacus в
газовом обмене термофильного цианобактериального сообщества //
Микробиология. 1987. Т.56. С.865-871.
14. Весталл Ф., Велш М. Ископаемые бактерии и бактериальные биопленки. С. 68-83.
// Бактериальная палеонтология. ПИН РАН, МГУ. Под ред. А.Ю. Розанова. – М.:
ПИН РАН, 2002. – 188 с.
131
15. Гальченко В.Ф. Микроорганизмы в гидротермальных сообществах. С. 113-130. //
Биология гидротермальных систем. Под ред. А.В. Гебрук, К.Н. Несис, А.П.
Кузнецов, А.М. Сагалевич. М., КМК Press, 2002, 543 с.
16. Гебрук А.В., Галкин С.В. Гидротермальный биотоп и гидротермальная фауна:
общие положения. С. 13-24. // Биология гидротермальных систем. Под ред. А.В.
Гебрук, К.Н. Несис, А.П. Кузнецов, А.М. Сагалевич. М., КМК Press, 2002, 543 с.
17. Герасименко Л.М., Заварзин Г.А. Обмен Н2, СО2, О2, СН% в цианобактериальных
сооществах // Микробиология. 1982. Т.51. С.718-722.
18. Герасименко Л.М., Карпов Г.А., Орлеанский В.К., Заварзин Г.А. Роль циано-
бактериального фильтра в трансформации газовых компонентов гидротерм на
примере кальдеры Узон на Камчатке // Журн. Общ. Биол. 1983. №6. с.842-851.
19. Герасименко Л.М., Крылов И.Н. Посмертные изменения цианобактерий в
водорослево-бактериальных пленках термальных источников Камчатки // Докл.
АН СССР. 1983. Т.272. №1. С.201-202.
20. Герасименко Л.М., Миллер Ю.М., Капустин О.А., Заварзин Г.А. Потребление
водорода термофильной цианобактерией Mastigocladus laminosus //
Микробиология. 1987. Т.56. С.553-558.
21. Герасименко Л.М. Актуалистическая палеонтология цианобактериальных
сообществ // Автореферат диссертации. 2002. ИНМИ РАН. Москва.
22. Герхардт Ф. и др. (под ред.). Методы общей бактериологии. В 3 т. М.: Мир. 1983.
23. Головенок В.К. Докембрийские кремневые конкреции: морфология, генезис,
значение для познания древнего органического мира // Конкреции докембрия. Л.,
Наука. 1989. С.94-102.
24. Голубев В.А. Тепловые и химические характеристики гидротермальных систем
Байкальской рифтовой зоны // Сов. геология. 1982. №10. С.100-108.
25. Голлербах М.М., Косинская Е.К., В.И. Полянский. Определитель пресноводных
водорослей СССР. Вып. 2. Синезеленые водоросли. - М.: Советская наука, 1953.
26. Го Окамото, Окура Т., Гото К. Свойства кремнезема в воде // Геохимия
литогенеза. – М.: Иностранная литература. 1963. – 459 с.
27. Горленко В.М. Биология пурпурных и зеленых бактерий и их роль в круговороте
углерода и серы. Дис. … д-ра биол. наук. М.: ИНМИ АН СССР, 1981. С. 696.
28. Горленко В.М., Бонч-Осмоловская Е.А. Формирование микробных матов в
горячих источниках и активность продукционных и деструкционных процессов //
Кальдерные микроорганизмы. М: Наука. 1989.
132
29. Горленко В.М., Дубинина Г.А., Кузнецов С.И. Экология водных
микроорганизмов. М.: Наука, 1977.
30. Горленко В.М., Кикина О.Г. Определение оптимальных условий роста
микроорганизмов с помощью 14С-бикарбоната // Микробиология. 1979. Т. 48. В.
3. С. 430-433.
31. Горленко В.М., Компанцева Е.И., Пучкова Н.Н. Влияние температуры на
распространение фототрофных бактерий в термальных источниках //
Микробиология. 1985. Т. 54. №5. С. 848-853.
32. Горленко В.М., Старынин Д.А., Бонч-Осмоловская Е.А., Качалкин В.И.
Продукционные процессы в микробных сообществах горячего источника
Термофильного // Микробиология. 1987. Т. 56. С. 872-878.
33. Горшков А.И., Дриц В.А., Дубинина Г.А., Богданова О.А., Сивцов А.В. Роль
бактериальной деятельности в формировании гидротермальных Fe-Mn-
образований северной части бассейна Лау (юго-западная часть Тихого океана) //
Изв. Акад. Наук. Сер. геол. 1992. №9. с.84-93.
34. Дубинина Г.А. Биология железобактерий и их геохимическая деятельность. Дис.
… д-ра. Биол. наук. М.: ИНМИ АН СССР, 1977.
35. Заварзин Г.А. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 1972. (а)
36. Заварзин Г.А. Литотрофные микроорганизмы - М.: Наука, 1972. (б)
37. Заварзин Г.А. Эпиконтинентальные содовые водоемы как предполагаемые
реликтовые биотопы формирования наземной биоты // Микробиология. 1993. Т.62.
Вып.5. с.789-800.
38. Заварзин Г.А. Становление биосферы // Микробиология. 1997. Т.66. с.725-734.
39. Заварзин Г.А. Биоразнообразие как часть биосферно-геосферной системы
возникновения порядка из хаоса // Методология биологии: новые идеи
(синергетика, семиотика, коэволюция). Отв. Ред. О.Е.Баксанский. – М.: Эдиториал
УРСС, 2001.
40. Заварзин Г.А. Микробный геохимический цикл кальция // Микробиология. 2002.
Т.71. с.5-22.
41. Заварзин Г.А., Колотилова Н.Н. Введение в природоведческую микробиологию:
Учебное пособие. – М.: Книжный дом “Университет”, 2001. –256 с.
42. Замана Л.В. О происхождении сульфатного состава азотных терм Байкальской
рифтовой зоны // Доклады АН. 2000. Т.372. №3. С.361-363.(а)
133
43. Замана Л.В. Петрогенная геохимическая модель азотных терм Байкальской
рифтовой зоны // Фундаментальные проблемы воды и водных ресурсов на рубеже
третьего тысячелетия: Материалы Международной научной конференции. 3-7
сентября 2000 г.– Томск: Изд-во НТЛ, 2000. с.199-203. (б)
44. Иванов М.В. Применение изотопов для изучения интенсивности процесса
редукции сульфатов в озере Беловодь // Микробиология. 1956. Т. 25. №3. С. 305-
309.
45. Илялетдинов А.Н. Микробиологические превращения металлов. – Алма-Ата.
Наука. 1984.
46. Кеппен О.И., Красильникова Е.Н. Рост Chloroflexus aurantiacus в
фотоавтотрофных условиях. /Микробиология. 1986. Т.55.Вып.5. С.879-882.
47. Кирюхин В.К., Крайнов С.Р., Швец В.М. Гидрогеохимическое значение и методы
изучения органических форм миграции элементов. С. 33-38. В сборнике
“Гидрогеохимические методы поисков рудных месторождений”. – Новосибирск:
Наука, 1982.
48. Компанцева Е.И., Горленко. В.М. Фототрофные сообщества в некоторых
термальных источниках озера Байкал // Микробиология. 1988. Т. 57. №5. С. 841-
846.
49. Кондратьева Е.Н., Красильникова Е.Н. Использование тиосульфата Chloroflexus
aurantiacus // Микробиология. 1988. Т.57. Вып. 3. С.357-360.
50. Крайнов С.Р., Швец В.М. Основы геохимии подземных вод. – М.: Недра, 1980.
51. Крайча Я. Газы в подземных водах. – М.: “Недра”, 1980.
52. Красильникова Е.Н., Кеппен О.И., Горленко В.М., Кондратьева Е.Н. Рост
Chloroflexus aurantiacus на средах с разными органическими соединениями и пути
их метаболизма // Микробиология. 1986. Т.55. Вып.3. С.425-429.
53. Красильникова Е.Н., Кондратьева Е.Н. Рост Chloroflexus aurantiacus в анаэробных
условиях в темноте и метаболизм органических субстратов // Микробиология.
1987. Т.56.Вып.3. С.357-360.
54. Красильникова Е.Н., Кондратьева Е.Н. Использование Chloroflexus aurantiacus
разных соединений серы // Микробиология. 1988. Т.57.Вып.3. С.507-508.
55. Крылов И.Н., Тихомирова Н.С. К образованию кремнистых микрофоссилий //
Палеонтол. журнал. 1988. №3. С.3-9.
56. Кузнецов С.И., Романенко В.И. Микробиологическое изучение внутренних
водоемов. – Л.: Изд-во АН СССР, 1963. - 129 с.
134
57. Лауринавичус К.С., Беляев С.С. Определение интенсивности
микробиологического образования метана радиоизотопным методом //
Микробиология. 1978. Т. 47. №6. С.1115-1117.
58. Леин А.Ю., Пименов Н.В. Роль бактериальной продукции на активных
гидротермальных полях в общем балансе органического углерода в океане. С. 320-
328. // Биология гидротермальных систем. Под ред. А.В. Гебрук, К.Н. Несис, А.П.
Кузнецов, А.М. Сагалевич. М., КМК Press, 2002, 543 с.
59. Ломоносов И.С. Геохимия и формирование современных гидротерм Байкальской
рифтовой зоны. – Новосибирск.: Наука, 1974.
60. Мартынов П.И. Некоторые данные о горячих источниках Баргузинского
заповедника.// Тр. Баргузинского гос. заповедника. 1960. Вып.2. С. 147-154.
61. Намсараев Б.Б., Дубинина Г.А., Бонч-Осмоловская Е.А., Старынин Д.А., Грабович
М.Ю., Качалкин В.М., Нестеров А.И., Горленко В.М. 1991. Участие бактерий
круговорота углерода, серы и железа в деструкции органического вещества в
бентосных сообществах бухты Кратерной. Мелководные газогидротермы и
экосистема бухты Кратерной (вулкан Ушишир, Курильские о-ва). Кн. 1.
Функциональные характеристики. Ч.1. (ред. А.В. Жирмунский, В.Г. Тарасов),
с.154-171. Владивосток, ДВО РАН.
62. Намсараев Б.Б., Бонч-Осмоловская Е.А., Мирошниченко М.Л., Пикута Е.В.,
Качалкин В.И., Миллер Ю.М., Пропп Л.И., Тарасов В.Г. Микробиологические
процессы круговорота углерода в мелководных гидротермах Западной окраины
Тихого океана // Микробиология. 1994. Т.63. с.100-111.
63. Орлеанский В.К., Герасименко Л.М. Лабораторное моделирование термофильного
циано-бактериального сообщества // Микробиология. 1982. Т.51. №4. С.538-542.
64. Перельман А.И. Геохимия ландшафтов. М.: “Высшая школа”. 1966.
65. Перельман А.И. Геохимия элементов в зоне гипергенеза. М., “Недра”, 1972, 288 с.
66. Перельман А.И. Геохимия природных вод. М.: “Наука”. 1982.
67. Пиневич А.В., Аверина С.Г. Оксигенная фототрофия: Руководство по
эволюционной клеточной биологии. СПб.: Изд-во С.-Петерб. Ун-та, 2002. 236 с.
68. Плюснин А.М., Суздальницкий А.П., Адушинов А.А., Миронов А.Г. Особенности
формирования травертинов из углекислых и азотных термальных вод в зоне
Байкальского рифта // Геология и геофизика. 2000. Т.41. №4. С.564-570.
69. Посохов Е.В. Общая гидрогеохимия. Л., “Недра”, 1975. 208 с.
135
70. Резников А.А., Муликовская Е.П., Соколов И.Ю. Методы анализа природных вод.
3-е изд. - М.: Недра, 1970.
71. Семихатов М.А., Раабен М.Е., Сергеев В.Н., Вейс А.Ф., Артемова О.В.
Биотические события и положительная изотопная аномалия карбонатного
углерода 2.3-2.06 млрд. лет назад // Стратиграфия. Геол. корреляция. 1999. Т.7.
№5. с.3-27.
72. Сергеев В.Н. Окремненные микрофоссилии докембрия и кембрия Урала и
Средней Азии. Тр. ГИН РАН; Вып. 474. – М.: Наука, 1992. – 139 с.
73. Соломин Г.А., Крайнов С.Р. Щелочные составляющие природных и сточных
щелочных вод, геохимические процессы их нейтрализации кислыми и
околонейтральными подземными водами // Геохимия. 1998. №2. С.183-201.
74. Стащук М.Ф. Проблема окислительно-восстановитеьного потенциала в геологии.
– М.: Недра. 1968.
75. Храпцова Г.И., Цаплина И.А., Серегина Л.М., Логинова Л.Г. Термофильные
бактерии горячих источников Бурятии // Микробиология. 1984. Т.53. Вып.1. с.
137-141.
76. Шпейзер Г.М., Васильева Ю.К., Гановичева Г.М., Минеева Л.М., Родионова В.А.,
Ломоносов И.С., Ванг Янсинь. Органические вещества в минеральных водах
горноскладчатых областей Центральной Азии // Геохимия. 1999. №3. с. 302-311.
77. Юрков В.В., Горленко В.М. Применение электронной сканирующей микроскопии
для анализа вертикальной структуры микробных сообществ альгобактериальных
матов на стеклах обрастания // Микробиология 1989. Т. 58. Вып. 4. С. 676-678.
78. Юрков В.В., Горленко В.М. Новый вид пресноводных аэробных бактерий
Erythrobacter sibiricus sp. nov., содержащих бактериохлорофилл а //
Микробиология. 1990. Т. 59. №1. С. 120-125.
79. Юрков В.В., Горленко В.М. Новый род пресноводных аэробных бактерий
Roseococcus gen.nov., содержащих бактериохлорофилл а // Микробиология. 1991.
Т 60. №5. С. 902-907.
80. Юрков В.В., Горленко В.М. Новый штамм RB-5 пурпурной несерной бактерии
Rhodopseudomonas blastica, выделенный из сульфидного щелочного источника //
Микробиология. 1992. Т. 61. №1. С. 103-108.
81. Юрков В.В., Горленко В.М., Митюшина Л.Л., Старынин Д.А. Влияние
лимитирующих факторов на структуру фототрофных сообществ в
136
Большереченских термальных источниках // Микробиология. 1991. Т. 60. №6.
С.129-138.
82. A manual on methods for measuring primary production in aquatic environments. IBP
Handbook No. 12. // Ed. Richard A. Vollenweider. Oxford etc.: Blackwell. 1969.
83. Anderson K.L., Tayne T.A., Ward D.M. Formation and fate of fermentation products in
hot spring cyanobacterial mats // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V.53. p.2343-2352.
84. Barns S.M., Fundyaga R.E., Jeffries M.W., Pace N.R. Remarkable archaeal diversuty
detected in a Yellowstone national park hot spring environment //Proc. Natl. Acad. Sci.
USA. 1994. V.91. p.1609-1613.
85. Barns S.M., Delwiche C.F., Palmer J.D., Pace N.R. Perspectives on archaeal diversity,
thermophily and monophyly from environmental rRNA sequences // Proc. Nat. Acad.
Sci. USA. 1996. V. 93. p. 9188-9193.
86. Baross J.A., Hoffman S.E. Submarine hydrothermal vents and associated gradient
environments as sites for the origin and evolution of life // Origins of life. 1985. V. 15. p.
327-345.
87. Barret E.L., Clark M.A. Tetrationate reduction and production of hydrogen sulfide from thiosulfate //
Microbiological reviews. June 1987. p.192-205.
88. Bateson M.M., Wiegel J., Ward D.M. Comparative analysis of 16S ribosomal RNA
sequences of thermophilic fermentative bacteria isolated from hot spring cyanobacterial
mats // Syst. Appl. Microbiol. 1989. V.12. p.1-7.
89. Bauld J. Microbial mats in marginal marine environments: Shark Bay, Western
Australia, and Spencer Gulf, South Australia // Eds. Cohen Y., Castenholz R.W.,
Halvorson H.O. MBL lectures in biology. V.3. Microbial mats: Stromatolites. Alan R.
Liss, Inc. NewYork. 1984, p. 39-58.
90. Bauld J., Brock T.D. Ecological studies of Chloroflexus, a gliding photosynthetic
bacterium // Arch. Microbiol. 1973. V.92. p.267-284.
91. Bauld J., Brock T.D. Algal excretion and bacterial assimilation in hot spring algal mats //
J. Phycol. 1974. V.10. p.101-106.
92. Belkin S., Wirsen C.O., Jannasch H.W. Biological and abiological sulfur reduction at
high temperatures // Appl. Environ. Microbiol. 1985. V.49. p.1057-1061.
93. Ben-Bassat A., Zeikus J.G. Thermobacteroides acetoethylicus gen. nov. and spec. Nov.,
a new chemoorganotrophic, anaerobic thermophilic bacterium // Arch. Microbiol. 1981.
V.128. p.365-370.
137
94. Bender J., Rodriguez-Eaton S., Ekanemesang U.M., Philips P. Characterization of metalbinding
bioflocculants produced by the cyanobacterial component of mixed microbial
mats // Appl. Environ. Microbiol. 1994. V.60. p.2311-2315.
95. Bergey’s manual of systematic bacteriology. V. 3 // Ed. James T. Staley. Baltimore etc.:
Williams&Wilkins. 1989
96. Bergey’s manual of systematic bacteriology / D.R. Boone, R.W. Castenholz (eds) v.1;
G.M. Garrity, editor-in-chief. – 2nd ed. 2001. Springer-Verlag. New York, Berlin,
Heidelberg.
97. Blank C.E., Cady S.L., Pace N.R. Microbial composition of near-boiling silicadepositing
thermal springs throughout Yellowstone National Park // Appl. Environ.
Microbiol. 2002. V.68. p.5123-5135.
98. Blцchl E., Rachel R., Burggraf S., Hafenbradl D., Jannsch H.W., Stetter K.O. Pyrolobus
fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of archaea, extending the upper
temperature limit for life to 113єC // Extrmophiles. 1999. V.1. p.14-21.
99. Blotevogel K.H., Fisher U., Mocha M., Janssen S. Methanobacterium
thermoalcaliphilum spec. Nov., a new moderately alkaliphilic and thermophilic
autotrophic methanogen // Arch. Microbiol. 1986. V.142. p.211-217.
100. Bogdanov Y.A., Lisitzin A.P., Binns R.A., Gorshkov A.I., Gurvich E.G., Dritz V.A.,
Dubinina G.A., Bogdanova O.Y., Sivkov A.V., Kuptsov V.M. Low-temperature
hydrothermal deposits of Franklin Seamount, Woodlark Basin, Papua New Guinea //
Mar. Geol. 1997. V.142. p.99-117.
101. Brock T.D. Micro-organisms adapted to high temperatures // Nature. 1967. V. 214.
P.882-885. (a)
102. Brock T.D. Relationship between standing crop and primary productivity along a hot
spring thermal gradient // Ecology. 1967. V. 48. P. 566-571. (б)
103. Brock, T. D. Thermophilic microorganisms and life at high temperatures. Springer-
Verlag, New York, N.Y. 1978.
104. Brock T.D., Brock M.L. The measurement of chlorofill, primary productivity,
photophosphorylation, and macromolecules in benthic algal mats // Limnology and
Oceanography. 1967. V.12. p.600-605.
105. Brock T.D., Brock M.L. Effect of light intensity on photosynthesis by thermal algae
adapted to natural and reduced sunlight // Limnol. Oceanogr. 1969. V.14. p.334-341.
106. Brock T.D., Brock M.L., Bott T.L., Edwards M.R. Microbial life at 90°C: the sulfur
bacteria of Boulder spring // J. Bacteriol. 1971. V.107. p.303-314.
138
107. Caldwell D.E., Caldwell S.J., Laycock J.P. Thermotrix thioparus gen. Et sp. nov. A
facultatively anaerobic facultative chemolithotroph living at neutral pH and high
temperature // Can. J. Microbiol. 1976. V.22. p.1509-1517.
108. Castenholz R.W. Thermophilic blue-green algae and the thermal environment //
Bacteriol. Rewiews. 1969. V. 33. No 4. P. 476-504.
109. Castenholz R.W. The effect of sulfide on the blue-green algae pf hot springs. I. New
Zealand and Iceland // J.Phycol. 1976. V.12. p.54-68.
110. Castenholz R.W. The effect of sulfide on the blue-green algae pf hot springs. II.
Yellowstone National Park // Microbial Ecology. 1977. V.3. p.79-105.
111. Castenholz R.W. Composition of hot spring microbial mats: a summary // In Cohen,
Castenholz and Halvorson (Eds), Microbial Mats: Stromatolites. 1984. Alan R. Liss,
New York. P.101-119.
112. Castenholz R.W., Utkilen H.C. Physiology of sulfide tolerance in a thermophilic
Oscillatoria // Arch. Microbiol. 1984. V. 138. P. 299-305.
113. Castenholz R.W., Bauld J., Jorgenson B.B. Anoxygenic microbial mats of hot springs:
thermophilic Chlorobium sp. // FEMS Microbiology Ecology. 1990. V.74. P. 325-336.
114. Castenholz R.W., Pierson B.K. Ecology of thermophilic anoxygenic phototrophs // In
Blankenship, Madigan, Bauer (eds): Anoxygenic photosynthetic bacteria. 1995. Kluwer
Academic publishers. Netherlands. P.87-103.
115. Chafetz H.S., Folk R.L. Travertines: depositional morphology and the bacterially
constructed constituents // Journ. Sedim. Petrol. 1984. V.54. p.289-316.
116. Chafetz H.S., Rush P.F., Utech N.M. Microenvironmental controls on mineralogy and
habit of CaCO3 precipitates: an example from an active travertine system //
Sedimentology. 1991. V.38. p.107-126.
117. Chrisostomos S, Patel B.K., Dwivedi P.P., Denman S.E. Caloramator indicus sp. nov., a
new thermophilic anaerobic bacterium isolated from the deep-seated nonvolcanicaly
heated waters of an Indian artesian aquifer // Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V.46. p.497-
501.
118. Chung A.P., Rainey F., Nobre M.F., Burghardt J., da Costa M.S. Meiothermus cerbereus
sp. nov., a new slightly thermophilic species with high levels of 3-hydroxy fatty acids //
Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V.47. p.1225-1230.
119. Cohen Y., Padan E., Shilo M. Facultative anoxygenic photosynthesis in the
cyanobacterium Oscillatoria limnetica // J. Bacteriol. 1975. V. 123. P. 855-861.
139
120. Cohen Y., Jorgensen B.B., Revsbech N.P. Poplawski R. Adaptation to hydrogen sulfide
of oxygenic and anoxygenic photosynthesis among cyanobacteria // Appl. Environ.
Microbiol. 1986. V.51, p. 398-407.
121. Cohen Y. The Solar lake cyanobacterial mats: strategies of photosynthetic life under
sulfide // In Cohen, Castenholz and Halvorson (Eds), Microbial Mats: Stromatolites,
Alan R. Liss, New York. 1984. P.133-148.
122. Cohen Y., Gorlenko V.M., Bonch-Osmolovskaya E.A. Interaction of sulphur and carbon
cycles in microbial mats. In: Evolution of the global biogeochemical sulphur cycle.
Brimblecombe P., Lein A.Yu. (eds.). SCOPE Published by John Wiley & Sons Ltd.
1989. P. 191-238.
123. Cook T.L., Stackes D.S. Biogeological mineralization in deep-sea hydrothermal deposits
// Science. 1995. V.267. p.1975-1979.
124. De Ley J., Cattoir H., Reynaerts A. The quantitative measurement of DNA hybridization
from renaturation rates // Eur. J. Biochem. 1970. V.12. p.133-142.
125. Dismukes G.C., Klimov V.V., Baranov S.V., Kozlov Yu.N., DasGupta J., Tyryshkin A.
The origin of atmospheric oxygen on Earth: The innovation of oxygenic photosynthesis
// Proc. Nac. Acad. Sci. 2001. V.98. p.2170-2175.
126. Dobbin P.S., Warren L.H., Cook n.J., McEwan A.G., Powell A.K., Richardson D.J.
Dissimilatory iron (III) reduction by Rhodobacter capsulatus // Microbiology. 1996.
V.142. p.765-774.
127. Doemel W.N., Brock T.D. Structure, growth and decomposition of laminated algalbacterial
mats in alkaline hot springs // Appl. Environ. Microbiol. 1977, 34: 433-452.
128. Duckworth A.W., Grant W.D., Jones B.E., van Steenbergen R. Phylogenetic diversity of
soda lake alkaliphiles // FEMS Microbiol. Ecol. 1996. V.19. p.181-191.
129. Duhig N.C., Davidson G.J., Stolz J. Microbial involvement in the formation of
Cambrian sea-floor silica-iron oxide deposits, Australia // Geology. 1992. V.20. p.511-
514.
130. Ehrenreich A., Widdel F. Anaerobic oxidation of ferrous iron by purple bacteria, a new
type of phototrophic metabolism // Appl. Environ. Microbiol. 1994. V.60. p.4517-4526.
131. Ehrlih H.L. Geomicrobiology. Marcell Dekker, Inc., 1981. New York, N.Y.
132. Ehrlih H.L. Microbes as geologic agents: their role in mineral formation //
Geomicrobiol. J. 1999. V.16. P.135-154.
140
133. Emerson D., Moyer C.L. Neutrophilic Fe-oxidizing bacteria are abundant at the Loihi
Seamount hydrothermal vents and play a major role in Fe oxide deposition // Appl.
Environ. Microbiol. 2002. V.68. p.3085-3093.
134. Elsgaard L., Prieur D., Mukwaya G.M., Jorgensen B.B. Thermophilic sulfate reduction
in hydrothermal sediment of lake Tanganyika, East Africa // Appl. Environ. Microbiol.
1994. V.60. p.1473-1480.
135. Engle M., Li Y., Woese C., Wiegel J. Isolation and characterization of a novel
alkalitolerant thermophile, Anaerobranca horikoshii gen. nov., sp. nov. // Int. J. Syst.
Bacteriol. 1995. V.45. p.454-461.
136. Ferris, F. G., Beveridge T. J., Fyfe W. S. Iron-silica crystallite nucleation by bacteria in a
geothermal sediment. Nature. 1986. V.320. p. 609-611.
137. Ferris M.J., Ruff-Roberts A.L., Kopczynski E.D., Bateson M.M., Ward D.M.
Enrichment culture and microscopy conceal diverse thermophilic Synechococcus
populations in a single hot spring microbial mat habitat // Appl. Environ. Microbiol.
1996. V.62. p.1045-1050.
138. Ferris M.J., Nold S.C., Revsbech N.P., Ward D.M. Population structure and physiological changes within
a hot spring microbial mat community following disturbance // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V.63.
p.1367-1374.
139. Fortin D., Ferris F.G. Precipitation of iron, silica, and sulfate on bacterial cell surfaces //
Geomicrobiol. J. 1998. V.15. #4. P.309-324.
140. Fouke B.W., Farmer J.D., Des Marais D.J., Pratt L., Sturchio N.C., Burns P.C.,
Discipulo M.K. Depositional facies and aqueous-solid geochemistry of travertine
depositing hot springs (Angel terrace, Mammoth hot springs, Yellowstone national park,
U.S.A.) // J. Sedimentary Research. 2000. V.70. p.565-585.
141. Garrels R.M., Christ C.L. Solutions, minerals and equilibria. Harper&Row, New York.
1965.
142. Gerdes G., Krumbein W.E., Holtkamp E. Salinity and water activity related zonation of
microbial communities and potential stromatolites of the Gavish Sabkha // Eds.
Friedman G.M., Krumbein W.E. Ecological studies. V.53. Hypersaline ecosystems: The
Gavish Sabkha. Berlin etc. Springer-Verlag.1985. P. 238-266.
143. Giovannoni S.J., Revsbech N.P., Ward D.M., Castenholz R.W. Obligately phototrophic
Chloroflexus: primary production in anaerobic hot spring microbial mats // Arch.
Microbiol. 1987. V.147. p.80-87.
141
144. Godfroy A., Meunier J.R., Guezennee J., Lesongeur F., Raguenes G., Rembault A.,
Barbier G. Thermococcus fumicolans sp. nov., a new hyperthermophilic archaeon
isolated from a deep-sea hydrothermal vent in the north Fiji Basin // Int. J. Syst.
Bacteriol. 1996. V.46. p.1113-1119.
145. Golubic S. Organisms that build stromatolites // In Stromatolites, Developments in
sedimentology. 1976. V.20. M.R.Walter (ed.) Elsevier. Amsterdam-Oxford-New-York.
P.113-126.
146. Grant W.D., Tindall B.J. The alkaline saline environment // In: Halophilic Bacteria
(Rodriguez, Valera F.,Ed.) p. 31-67. CRC Press. USA. 1986.
147. Guerrero R., Mas J. Multilayered microbial communities in aquatic ecosystems: growth
and loss factors // In Microbial mats: phisiological ecology of benthic microbial
communities. 1989. ASM. Washington
148. Hanada S., Hiraishi A., Shimada K., Matsuura K. Isolation of Chloroflexus aurantiacus
species and related thermophilic phototrophic bacteria from Japanese hot springs using
an improved isolation procedure // J. Gen. Appl. Microbiol. 1995. V. 41. P. 119-130. (a)
149. Hanada S., Hiraishi A., Shimada K., Matsuura K. Chloroflexus aggregans sp. nov., a
filamentous phototrophic bacterium which forms dense cell aggregates by active gliding
movement // Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V.45. p.676-681 (b)
150. Hanada S., Takaichi S., Matsuura K., Nakamura K. Roseiflexus castenholzii gen. nov.,
sp. nov., a thermophilic, filamentous, photosynthetic bacterium that lacks chlorosomes //
Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2002. V.52, p.187-193.
151. Heda G.D., Madigan M.T. Utilization of amino acids and lack of diazotrophy in the
thermophilic anoxygenic phototroph Chloroflexus aurantiacus // J. Gen. Microbiol.
1986. V.132. p.2469-2473.
152. Hiraishi A., Umezawa T., Yamamoto H., Kato K., Maki Y. Changes in quinone profiles
of hot spring microbial mats with a thermal gradient // Appl. Environ. Microbiol. 1999.
V.65. p.198–205.
153. Holm-Hansen O. Ecology, physiology, and biochemistry of blue-green algae // Annu.
Rev. Microbiol. 1968. V.22. p.47-70.
154. Horikoshi K. Microorganisms in alkaline environments. 1990. Kodansha. Tokyo.
155. Howsley R, Pearson H.W. pH dependent sulfide toxicity to oxygenic photosynthesis in
cyanobacteria // FEMS Micro. Letters. 1979. V.6. p. 287-292.
156. Huber R., Eder W., Heldwein S., Wanner G., Huber H., Rachel R., Stetter K.O.
Thermocrinis ruber gen.nov., sp.nov., a pink-filament-forming hyperthermophilic
142
bacterium isolated from Yellowstone national park // Appl. Envir. Microbiol. 1998.
V.64. p.3576-3583.
157. Hugenholtz P., Pitulle C., Hershberger K.L., Pace N.R. Novel division level bacterial
diversity in a Yellowstone hot spring // J. Bacteriol. 1998. V.180. p.366-376.
158. Iizasa K., Kawasaki K., Maeda K., Matsumoto T., Saito N., Hirai K. Hydrothermal
sulfide-bearing Fe-Si oxyhydroxide deposits from the Coriolis Troughs, Vanuatu
backarc, southwestern Paciffic // Mar. Geol. 1998. V.145. p.1-21.
159. Inagaki F., Motomura Y., Ogata S. Microbial silica deposition in geothermal hot waters
// Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003. V.60. p.605-611.
160. Jannasch H.W., Mottl M.J. Geomicrobiology of deep-sea hydrothermal vents // Science.
1985. V.229. p.717-725.
161. Jones B., Renaut R.W. Influence of thermophilic bacteria on calcite and silica
precipitation in hot springs with water temperature above 90°C: evidence from Kenya
and New Zealand // Can. J. Earth Sci. 1996. V.33. p.72-83.
162. Jones, B., Renaut R. W. Formation of silica oncoids around geysers and hot springs at El
Tatio, northern Chile // Sedimentology. 1997. V.44. p.287-304.
163. Jones, B., Renaut R. W., Rosen M. R. Vertical zonation of biota in microstromatolites
associated with Hot Springs, North Island, New Zealand // Palaios 1997. V.12. p.220-
236. (а)
164. Jones, B., Renaut R. W., Rosen M. R. Biogenicity of silica precipitation around geysers
and hot-spring vents, North Island, New Zealand // J. Sediment. Res. 1997. V.67. p.88-
104. (б)
165. Jorgensen B.B., Nelson D.C. Bacterial zonation, photosynthesis and spectral light
distribution in hot spring microbial mats of Iceland // Microb. Ecol. 1988. V.16. p.133-
148.
166. Jorgensen B.B., Zawacki L.X., Jannsch H.W. Thermophilic bacterial sulfate reduction in
deep-sea sediments at the Guaymas Basin hydrothermal vent site (Gulf of California) //
Deep-Sea Res. 1990. V.37. p.695-710.
167. Juniper S.K., Fouquet Y. Filamentous iron-silica deposits from modern and ancient
hydrothermal sites // Can. Mineral. 1988. V.26. p.859-869.
168. Karl D.M., Wirsen C.O., Jannasch H.W. Deep-sea primary production at the Galapagos
hydrothermal vents // Science. 1980. V.207. p.1345-1347.
169. Kashefi K., Holmes D.E., Reysenbach A., Lovley D.R. Use of Fe(III) as an electron
acceptor to recover previously uncultured hyperthermophiles: isolation and
143
characterization of Geothermobacterium ferrireducens gen. nov., sp. nov. // Appl.
Environ. Microbiol. 2002. V.68. p.1735-1742.
170. Kashefi K., Lovley D.R. Reduction of Fe(III) Mn(IV) and toxic metals at 100°C by
Pyrobaculum islandicum // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. p.1050-1056.
171. Keller M., Brown F.-J., Dirmeier R., Hafenbradl D., Burggraf S., Rachel R., Stetter K.O.
Thermococcus alkaliphilus sp. nov., a new hyperthermophilic archaeum growing on
polysulfide at alkaline pH // Arch. Microbiol. 1995. V.164. p.390 – 395.
172. Kieft T.L., Fredrickson J.K., Onstott T.C., Gorby Y.A., Kostandarites H.M., Bailey T.J.,
Kennedy D.W., Li S.W., Plymale A.E., Spadoni C.M., Gray M.S. Dissimilatory
reduction of Fe(III) and other electrone acceptors by a Thermus isolate // Appl. Environ.
Microbiol. 1999. V.65. p.1224-1221.
173. Knoll A.H., Golubic S. Anatomy and taphonomy of a Precambrian algal stromatolite //
Precambr. Res. 1979. V. 10. #1/2. P. 115-151.
174. Knoll A.H. The distribution and evolution of microbial life in the late Proterozoic era //
Ann. Rev. Microbiol. 1985. V.39. p. 391-417.
175. Knoll A.H. Archean and Proterozoic paleontology // In: Jansonius J.&McGregor D.C.
(eds.), Palynology: principles and applications; American association of stratigraphic
palynologists foundation. 1996. V.1. p.51-80.
176. Konhauser K.O., Ferris F.G. Diversity of iron and silica precipitation by microbial mats
in hydrothermal waters, Iceland: implications for Precambrian iron formations //
Geology. 1996. V.24. p.323-326.
177. Konhauser K.O., Phoenix V.R., Bottrell S.H., Adams D.G., Head I.M. Microbial-silica
interactions in Icelandic hot spring sinter: possible analogues for some Precambrian
siliceous stromatolites // Sedimentology. 2001. V.48. p.415-433.
178. Konopka A. Accumulation and utilization of polysaccharide by hot-spring phototrophs
during a light-dark transition // FEMS Microb. Ecol.